Nanopartículas de Curcumina Direcionadas Ativadas por Ultrassom Focalizado de Baixa Intensidade para Teranóstica pH-Responsiva em Câncer Ovariano

Resumo

Desenvolvemos uma nanoplataforma simples e versátil usando nanogaiolas de ferritina sensíveis a pH co-carregadas com o fármaco anticancerígeno curcumina (Cur) e perfluorohexano líquido (PFH) no núcleo e conjugadas com a molécula alvo de tumor FA (ácido fólico) fora da casca, denominada FA-FCP. O FA-FCP sintetizado tem diâmetro médio de 47 nm, com propriedades físico-químicas estáveis e favoráveis em diferentes meios, e alta biocompatibilidade e biossegurança in vivo e in vitro. Sob condições de ultrassom focalizado de baixa intensidade (LIFU) e pH = 5,0, o FA-FCP liberou grande quantidade de fármacos (53,2%) em 24 h. Após 4 min de tratamento com LIFU (7 W), o FA-FCP proporcionou capacidade de imagem de ultrassom com realce de contraste a pH = 5,0. Devido à endocitose mediada por receptor de FA, o FA-FCP pôde entrar eficientemente nas células e realocar-se aos lisossomos. Dezoito horas após a injeção de FA-FCP, o tumor foi estimulado por LIFU, resultando em imagem de ultrassom com realce de contraste. Experimentos in vivo e in vitro mostraram que o uso combinado de FA-FCP e LIFU teve efeitos significativos no tratamento do tumor. Com base nos resultados, concluiu-se que o FA-FCP combinado com LIFU externo e ambiente ácido endógeno pode ter poderosas funções teranósticas e fornecer uma nova opção de teranóstica tumoral integrada e não invasiva.

Introdução

O câncer ovariano é uma doença altamente metastática e letal com alta taxa de mortalidade. Como os sintomas clínicos precoces não são conspicuos, as células tumorais já se tornaram altamente metastáticas quando a maioria dos pacientes é diagnosticada. Os tratamentos comumente usados na clínica são cirurgia citorredutora combinada e quimioterapia, e a taxa de sobrevivência de 5 anos de pacientes com doença avançada é muito baixa. Portanto, é urgente desenvolver novas estratégias para tratamento e diagnóstico de câncer ovariano para melhorar a sobrevivência global dos pacientes. Recentemente, uma nanoplataforma que combina terapia direcionada e funções de diagnóstico por imagem forneceu uma estratégia alternativa de tratamento para o tratamento eficaz de tumores.

Nos últimos anos, a nanoplataforma responsiva acústica (ARN) tem sido amplamente usada em pesquisa de tratamento e diagnóstico de tumores. A ARN é geralmente projetada como modelos de microbolhas (MBs) ou nanopartículas (NPs). Comparadas com MBs, as NPs têm tamanho de partícula menor, maior permeabilidade, ciclo farmacocinético mais longo, melhor estabilidade e maior capacidade de modificação de superfície. Diferentes tipos de fluorcarbonos líquidos transformáveis de fase, como perfluoropentano (PFP), perfluorohexano (PFH) e perfluorooctil brometo (PFOB), são comumente usados para obter responsividade acústica. Esses fluorcarbonos líquidos poderiam produzir bolhas, ou até mesmo estouros, via efeitos de vaporização de gotas acústicas (ADV) sob estimulação de ultrassom focalizado externo. Esse processo fornece à ARN capacidades aprimoradas de contraste de ultrassom. Entre esses fluorcarbonos líquidos, o PFP tem ponto de ebulição baixo (29,2 °C) e é propenso a gasificação no corpo, levando a embolia gasosa; o PFOB tem ponto de ebulição muito alto (144 °C) e requer ultrassom de ultra-alta intensidade para desencadear mudanças de fase líquido-vapor. Portanto, o PFH é considerado um material de transformação de fase ideal com ponto de ebulição de 56 °C. No entanto, o PFH é hidrofóbico, e é uma boa ideia encapsulá-lo dentro das nanopartículas para torná-lo solúvel em água. Atualmente, vários materiais, como lipossomos, PLGA, mesoporosos orgânicos, polímeros orgânicos, etc., têm sido relatados para encapsular fluorcarbonos líquidos. Ao mesmo tempo, esses carreadores podem ser carregados com fármacos anticancerígenos para permitir que a ARN tenha funções quimioterapêuticas e mostre capacidade de liberação de fármaco controlada acusticamente. Embora essas nanoplataformas acusticamente responsivas tenham sido relatadas como exibindo boas capacidades integradas de diagnóstico e tratamento de tumores, a biocompatibilidade dos nanocarreadores ainda é uma preocupação para a transformação clínica. Nos últimos anos, nanogaiolas de ferritina livres de ferro têm sido amplamente usadas como veículos de liberação de fármacos porque são proteínas endógenas e têm significativa sensibilidade a pH. Elas podem se decompor em ambientes ácidos e remontar em ambientes alcalinos. Isso torna a ferritina altamente biocompatível e lhe fornece capacidade controlada de carregamento e liberação de fármacos.

Neste estudo, a ferritina foi usada como carreadora para carregar tanto PFH quanto curcumina (Cur) e modificar a molécula alvo de tumor específica FA na superfície da proteína para obter uma nanoplataforma multifuncional (FA-FCP). A curcumina é um polifenol natural, extraído da cúrcuma e relatado como tendo efeitos anticancerígenos favoráveis; no entanto, sua solubilidade em água é pobre. O FA-FCP melhora a solubilidade em água de PFH e Cur, tem alta estabilidade fisiológica em diferentes meios, e tem biocompatibilidade e biossegurança favoráveis in vivo e in vitro. Sob condições de LIFU e pH = 5,0, o FA-FCP libera grande quantidade de fármacos em 24 h (53,2%). Após 4 min de tratamento com LIFU (7 W), o FA-FCP a pH = 5,0 fornece imagem de ultrassom com realce de contraste. Devido à endocitose mediada por receptor de FA, o FA-FCP pode entrar facilmente nas células e realocar-se nos lisossomos. Dezoito horas após a injeção de FA-FCP, o sítio do tumor foi estimulado por LIFU, e o tumor mostrou imagem de ultrassom com realce de contraste. Experimentos in vivo e in vitro mostraram que o FA-FCP tem efeito significativo no tratamento do tumor. Esses resultados demonstraram que a vantagem de não invasividade, direcionamento mediado por ligante/receptor, transição de fase ou até mesmo estouro desencadeado por LIFU, e liberação precisa de fármaco tornam o FA-FCP uma nanoplataforma teranóstica de tumor promissora.

Materiais e Métodos

Materiais

Ferritina (FRT), ácido fólico (FA) e perfluorohexano (PFH) foram comprados da Sigma (St. Louis, MO, EUA). Curcumina (Cur) foi comprada da Aladdin Industrial Corporation (Shanghai, China). NH₂-PEG₂₀₀₀-FA e NH₂-PEG₂₀₀₀-COOH foram fornecidos pela Xi'an Ruixi Biotechnology Co., Ltd (China). 1-etil-3-(3-dimetilaminopropil) carbodiimida (EDC) e N-hidroxissuccinimida (NHS) foram comprados da Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, EUA). Kit de Contagem Celular-8 (CCK-8) foi obtido da Dojindo Laboratories (Kumamoto, Japão). Meio de Eagle modificado de Dulbecco (DMEM), tampão fosfato salino (PBS), penicilina-estreptomicina, tripsina-EDTA e soro fetal bovino (FBS) foram comprados da Gibco (Grand Island, NY, EUA).

Preparação do FA-FCP

Para preparar o FA-FCP, primeiramente, 10 mg de FRT foram dissolvidos em 10 ml de água. Um total de 10 mg de Cur foi dissolvido em 0,3 ml de DMSO. As duas soluções e 1 ml de PFH foram misturados sob condição de pH 5,0 e ultrassonicas em banho de gelo por 30 min. Depois disso, o valor de pH da mistura foi ajustado para 7,4 para obter FRT carregado com Cur e PFH (FCP). Em segundo lugar, a molécula alvo FA foi conjugada covalentemente com FCP através do método de carbodiimida. Em resumo, 5 mg de NH₂-PEG₂₀₀₀-FA foram adicionados à solução de FCP acima na presença de EDC (5 mg/ml) e NHS (20 mg/ml). Após reação de 3 h à temperatura ambiente com agitação leve, a mistura foi purificada por diálise contra água destilada (corte MW = 12 kDa) por 24 h, resultando em FCP conjugado com FA (FA-FCP). A razão de carregamento de Cur foi detectada por espectrofotômetro UV-Vis a 426 nm e calculada como (Aa−Ab)/Ac, onde Aa, Ab e Ac representam o peso do FA-FCP, FA-FP e FA-FP, respectivamente.

Caracterizações

Os tamanhos e potenciais zeta das nanopartículas foram testados por um Zeta Sizer (Malvern, NanoZS, Reino Unido). A morfologia das nanopartículas foi observada por microscopia eletrônica de transmissão (MET, Hitachi, Japão) e microscopia de força atômica (MFA, Agilent Technologies 5500LS, Chandler, Arizona). A captação celular das nanopartículas foi detectada por microscopia confocal de varredura a laser (LEXT OLS4100, Olympus, Japão) e citometria de fluxo (BD, Franklin Lakes, NJ). Espectros de absorção foram adquiridos por espectrofotômetro UV-Vis (UV1800, Shimadzu, Japão).

Cultura Celular e Modelo Animal

Linha celular de câncer ovariano humano SK-OV-3 foi fornecida pelo Instituto de Biologia Celular de Xangai, Academia Chinesa de Ciências. As células foram cultivadas em meio DMEM contendo 10% de soro fetal bovino e 1% de solução de penicilina-estreptomicina em 5% CO₂ a 37 °C.

Camundongos nu Balb/c (fêmeas, cerca de 5 semanas) foram fornecidos pela Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. (Pequim, China). Para modelo de tumor SK-OV-3, 1 × 10⁶ células foram injetadas na região dorsal direita dos camundongos subcutaneamente. Todos os procedimentos experimentais foram realizados de acordo com as diretrizes para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório da Academia de Ciências Médicas de Sichuan e foram aprovados pelo Comitê de Ética da Academia de Ciências Médicas de Sichuan.

Liberação de Cur Desencadeada por pH/LIFU

A solução aquosa de FA-FCP foi dividida em quatro porções e carregada em uma bolsa de diálise (MW 5000). Elas foram então dialisadas em 10 ml de solução PBS com pH 5,0 e 7,4, respectivamente. Após 3 h, a solução aquosa foi tratada com ou sem LIFU (7 W, 5 min) (ciclo de trabalho 50%, modo de onda de pulso e o procedimento seguinte mantido consistente). Em um ponto de tempo específico, 1 ml de dialisado foi removido e um volume igual e solução em branco de pH igual foi adicionada. O dialisado foi retirado e medido por espectrômetro UV-Vis, e a concentração de Cur foi calculada.

Propriedades ADV e Função de Imagem US do FA-FCP

FA-FCP em condições de pH = 5,0 e 7,4 foram irradiados com diferentes potências de LIFU (5, 6, 7 W) e por diferentes tempos totais (3, 4 e 5 min) no modelo de gel de agarose, então imagens US foram observadas por equipamento US (Esaote Mylab 90, Itália) com frequência de 5–12 MHz e índice mecânico (MI) de 0,06. A intensidade US da região de interesse na imagem US foi analisada pelo software ImageJ.

Capacidade de Direcionamento do FA-FCP

Para demonstrar a capacidade de direcionamento do FA-FCP in vitro, FITC foi usado para marcar as nanopartículas. Brevemente, 1 mg de FITC foi dissolvido em 1 ml de DMSO e então misturado com FCP e FA-FCP por 30 min com agitação suave. Então, a solução mista foi dialisada durante a noite em água desionizada para remover FITC e DMSO livres para obter nanopartículas marcadas com FITC. As células foram cultivadas por 24 h, e então as nanopartículas marcadas com FITC foram adicionadas nas placas de cultura para incubação de 3 h. Depois, as células foram lavadas com PBS três vezes e então coradas com DAPI por 5 min, lisotracker vermelho por 10 min, fixadas com 4% de paraformaldeído por 15 min. Finalmente, as células foram observadas por microscópio confocal de varredura a laser. Os sinais de fluorescência estatísticos dentro das células foram medidos e analisados por citometria de fluxo.

Circulação Sanguínea e Acúmulo Tumoral do FA-FCP

Cur livre e FA-FCP (com mesma concentração de Cur) foram injetados intravenosamente em camundongos normais. E então, o sangue do camundongo em vários grupos foi coletado em diferentes pontos de tempo do plexo orbital e dissolvido em tampão de lise. A concentração de Cur no sangue nesses grupos tratados foi determinada por espectros de absorbância de Cur de cada amostra de sangue solubilizada usando um espectrômetro UV-Vis e foi definida como a porcentagem da dose injetada por grama de tecido (ID%/g).

O conteúdo de FA-FCP no tumor foi realizado em camundongos portadores de tumor. Após 0, 1, 6, 12, 18 e 24 h de injeção intravenosa de FA-FCP, os tecidos tumorais foram coletados, pesados e digeridos por solução de água-régia por 24 h. A concentração de Cur no sangue nesses grupos tratados foi determinada por espectros de absorbância de Cur de cada tecido tumoral solubilizado por um espectrômetro UV-Vis e foi definida como a porcentagem da dose injetada por grama de tecido (ID%/g).

Eficácia Anticancerígena In Vitro e In Vivo

Para eficácia anticancerígena in vitro, as células foram tratadas com PBS, Cur, FA-FCP, FCP + LIFU e FA-FCP + LIFU (na mesma dose de Cur de 5 mg/kg) por 3 h, e então irradiadas por LIFU (5 min, 7 W). As células tratadas foram incubadas por mais 21 h. Depois disso, a viabilidade das células tratadas foi detectada por ensaio CCK-8.

Para eficácia anticancerígena in vivo, camundongos portadores de tumor foram divididos aleatoriamente em cinco grupos (n = 6) e então injetados intravenosamente com salina (controle), Cur livre, FA-FCP, FCP + LIFU e FA-FCP + LIFU, respectivamente. Durante 24 dias de tratamento, o volume do tumor e o peso corporal dos camundongos foram monitorados a cada 3 dias. O tamanho do tumor foi detectado por paquímetro. O volume do tumor = comprimento × largura² / 2. A mudança no crescimento do tumor foi mostrada por volumes tumorais relativos calculados como V/V₀, onde V₀ representa o volume tumoral inicial.

Avaliação de Biossegurança

Células SK-OV-3 foram semeadas em placa de 96 poços na densidade de 1 × 10⁴ células/poço e permitidas a aderir por 24 h. Várias concentrações (0, 20, 40, 100, 200 e 500 μg/ml) de FA-FRT-PFH foram cultivadas com células SK-OV-3. Após tratamento de 24 h, as células foram tratadas por meio DMEM contendo 10% CCK-8 por 20 min em incubadora. A absorbância das células a 450 nm foi detectada por um Leitor de Placas Multimodo (Thermo Scientific) para caracterizar a viabilidade celular. Além disso, os principais órgãos incluindo coração, fígado, baço, pulmão e rim de camundongos sadios a 25 dias pós-injeção de FA-FCP foram coletados e analisados por coloração hematoxilina e eosina. As imagens de coloração HE foram observadas usando microscopia óptica.

Análise Estatística

Todos os dados foram apresentados como média ± desvio padrão. Os dados estatísticos foram processados com software SPSS 22.0. O teste t de Student foi realizado para determinar a significância estatística entre dois grupos. P < 0,05 representa diferença significativa.

Resultados e Discussão

Preparação e Caracterizações do FA-FCP

O Esquema 1 ilustra a síntese do FA-FCP e sua aplicação em imagem de ultrassom (US) tumoral e quimioterapia combinada US in vitro e in vivo. O agente teranóstico multifuncional FA-FCP foi preparado através de um método simples e biocompatível de auto-montagem. As imagens de MET e MFA do FA-FCP mostram estrutura esférica (Fig. 1a, inseto e Arquivo adicional 1: Figura S1). Análise DLS mostrou que o FA-FCP tinha aproximadamente 47 nm de diâmetro médio e -37 mV de potencial zeta médio em água (Fig. 1a e b). Após 4 semanas em água, tampão fosfato salino (PBS), salina e SFB, o FA-FCP mostrou estabilidade no tamanho (Fig. 1c), indicando que o FA-FCP preparado tinha estabilidade fisiológica favorável, provavelmente devido ao revestimento de PEG e à natureza da FRT. O espectro UV-vis-NIR do FA-FCP exibiu o pico de absorção de Cur, demonstrando a existência de Cur no FA-FCP. A razão de carregamento de Cur foi 125,8 ± 2,1%.

A Figura 2 mostra o perfil de liberação de Cur do FA-FCP sob diferentes condições de pH com ou sem LIFU. Sem irradiação de LIFU, Cur liberado a pH = 5,0 foi cerca de 30% em 24 h, o que foi significativamente maior que a pH = 7,4 (5,3%). No entanto, sob LIFU (7 W, 4 min), Cur liberado tanto em condições de pH = 5,0 quanto pH = 7,4 mostrou aumento acentuado. No entanto, comparado com o Cur liberado a pH = 7,4, o Cur liberado a pH = 5,0 (50%) foi obviamente maior em 24 h. Essa característica torna o FA-FCP muito útil no microambiente tumoral. A excelente liberação de fármaco é atribuída a: (1) FRT sob condição ácida poderia desmontar e abrir a nanogaiola para liberar o Cur carregado; (2) LIFU induziu a transição de fase instantânea que permitiu ao Cur escapar da casca porosa expandida de forma constante.

Efeito ADV In Vitro do FA-FCP

O FA-FCP foi exposto a LIFU com potência de 5, 6 e 7 W, respectivamente, e duração de 3-5 min a pH = 7,4 ou 5,0 para avaliar a melhor condição de potência e duração de LIFU e valor de pH. A intensidade US representa o efeito ADV. De acordo com imagens US (Fig. 3a e b) e valores médios de escala de cinza em imagens US (Fig. 3c e d), o efeito ADV exibiu tendência dependente de tempo/potência a pH = 7,4, que atingiu pico em parâmetro de 7 W por 5 min. No entanto, a pH = 5,0, o efeito ADV atingiu pico em parâmetro de 7 W por 4 min. Quando o parâmetro foi menor que 5 W por 3 min, houve bolhas desencadeadas insuficientes para otimizar imagens US; no entanto, uma vez que o parâmetro excedeu 7 W por 4 min, a maioria das bolhas geradas colapsou e desapareceu gradualmente. Os resultados acima indicaram que uma certa estimulação era essencial para despertar o efeito ADV do FA-FCP, que foi uma potência de 7 W e duração de 4 min a pH = 5,0.

Capacidade de Direcionamento do FA-FCP

Um corante de molécula pequena clássico, FITC, foi usado para marcar as nanopartículas. Como mostrado no Arquivo adicional 1: Figura S2, a intensidade de fluorescência de FCP e FA-FCP marcados com FITC na mesma concentração não mostrou diferença significativa, indicando que a diferença na quantidade de FITC marcado em FCP e FA-FCP não poderia influenciar o experimento de captação celular. Imagens de fluorescência e análise FCM mostraram que algum FCP pôde entrar nas células com razão de captação de 19,5% (Fig. 4a e b), possivelmente porque a superfície da célula tem alguns receptores de ferritina que promovem a internalização do FCP. Após conjugação com FA, o FA-FCP mostrou alto sinal de fluorescência nas células com 44,3% de razão de captação, e uma queda na razão de captação (13,8%) quando as células foram pré-tratadas com FA livre (Fig. 4a e b). Os resultados acima indicaram que a conjugação de FA aumentou amplamente a razão de captação do FA-FCP através do efeito de endocitose mediada por receptor de FA.

Além disso, a localização organelar do FA-FCP foi investigada usando corante de coloração específico de lisossomo (Lyso-Tracker Red). Como mostrado na Fig. 4c, células tratadas com FA-FCP e Lyso-Tracker Red exibiram forte fluorescência verde e vermelha no citoplasma, respectivamente. Após a fusão de verde e vermelho, intensa fluorescência amarela foi visível no citoplasma, indicando que o FA-FCP pôde realocar-se aos lisossomos (pH ≈ 5,0), o que foi benéfico para desencadear a liberação do fármaco nas células.

Circulação Sanguínea e Acúmulo Tumoral do FA-FCP

Como mostrado na Fig. 5a, a meia-vida do FA-FCP foi cerca de 7,31 h (aumento de 8 vezes), comparada com a de Cur livre, provavelmente devido ao revestimento de PEG e encapsulamento de FRT. Essa meia-vida prolongada do FA-FCP na corrente sanguínea é benéfica para melhorar a retenção do fármaco na circulação sistêmica, facilitando o acúmulo de fármacos nos sítios tumorais. Além disso, o acúmulo dinâmico de Cur livre e FA-FCP no tumor de 0 h a 24 h após injeção da nanopartícula é mostrado na Fig. 5b. Como pode ser visto, o FA-FCP mostrou o maior acúmulo de 18 h e o Cur livre mostrou o maior acúmulo de cerca de 1 h após injeção. Esses resultados indicam que, comparado com Cur livre, o FA-FCP teve desempenho de acúmulo significativamente maior no tecido tumoral, possivelmente devido ao efeito de permeabilidade e retenção aumentada (EPR) e ao efeito de direcionamento ativo mediado por receptor de FA.

Imagem US In Vivo

O tumor de camundongos nu tratados em quatro grupos (controle em branco + LIFU, FCP + LIFU, FA-FCP + LIFU, FA-FCP sem LIFU) foram observados com ou sem exposição a LIFU (7 W, 4 min) para explorar ainda mais o potencial ADV do FA-FCP in vivo. Como mostrado na Fig. 6a, nenhum sinal US óbvio foi observado dentro do tumor sob irradiação de LIFU no grupo controle. A 18 h após injeções, um sinal US significativamente mais forte foi visto dentro do tumor no grupo FA-FCP + LIFU comparado com os grupos FCP + LIFU e FA-FCP sem LIFU (Fig. 6a e b). Os resultados demonstraram que FA-FCP + LIFU pôde realçar o contraste de imagem US do tumor.

Terapia Anticancerígena In Vitro e In Vivo

A citotoxicidade in vitro do FA-FCP foi investigada por ensaio CCK-8. Como mostrado na Fig. 7a, a viabilidade celular de todos os grupos exibiu padrão dependente da concentração de Cur. Sem LIFU, comparado com Cur livre, o FA-FCP mostrou maior inibição na viabilidade celular em todas as concentrações, possivelmente devido ao efeito de direcionamento de FA. No entanto, a inibição de viabilidade celular do FA-FCP + LIFU foi significativamente maior que a de FP + LIFU, FCP + LIFU e FA-FCP sem LIFU, indicando que o FA-FCP combinado com irradiação LIFU ofereceu melhor eficiência anti-tumoral. Esse resultado foi principalmente devido à presença de LIFU e do ambiente ácido do lisossomo, ambos os quais poderiam induzir a liberação do fármaco e efeito de cavitação, e o efeito de direcionamento de células tumorais mediado por FA.

O efeito anticancerígeno in vivo do FA-FCP foi investigado further com camundongos nu portadores de tumor. De acordo com o resultado de acúmulo tumoral do FA-FCP, LIFU foi conduzido 18 h após injeção intravenosa de amostras a cada 2 dias por três vezes no total a partir do dia um. Como mostrado na Fig. 7b e c, o volume tumoral relativo no grupo FA-FCP + LIFU diminuiu significativamente, comparado com os grupos controle, Cur, FA-FCP, FP + LIFU e FCP + LIFU após 24 dias de tratamento. O peso do tumor nos grupos FA-FCP e FCP + LIFU foi significativamente menor que no controle e grupos Cur, enquanto foi ainda mais inibido no grupo FA-FCP + LIFU. Durante o tratamento, não houve perda significativa de peso corporal nesses grupos (Fig. 7d). O brilhante efeito anti-tumoral do FA-FCP combinado com LIFU foi principalmente devido à agregação de direcionamento do FA-FCP no tumor e capacidade de liberação de fármaco responsiva a acústica/pH. Adicionalmente, essa eficácia terapêutica anti-tumoral aprimorada do FA-FCP + LIFU pode ser explicada pela depuração atrasada das nanopartículas no sítio tumoral devido à meia-vida prolongada do FA-FCP na corrente sanguínea.

Biocompatibilidade In Vitro e In Vivo

As biocompatibilidades in vitro e in vivo do FA-FCP foram avaliadas por ensaio CCK-8 e análise de coloração H&E. Como mostrado na Fig. 8a e b, a viabilidade celular do FA-FP carregador de fármaco e potência de LIFU de 0 a 8 W foram todas > 90%, indicando nenhuma citotoxicidade significativa do FA-FP e da potência de LIFU usada neste trabalho in vitro. A Figura 8c mostra as imagens de coloração H&E dos principais órgãos dos camundongos tratados com FA-FCP + LIFU, mostrando nenhuma alteração histológica comparada com o grupo controle. Esses resultados demonstraram a alta biocompatibilidade do FA-FCP in vitro e in vivo.

Conclusão

Em resumo, preparamos um FA-FCP multifuncional carregado com o fármaco anticancerígeno Cur e molécula alvo de tumor FA, usando nanogaiolas de ferritina, que resultou em capacidade de imagem US com realce de contraste e direcionamento preciso em procedimentos de quimioterapia. O FA-FCP recém-sintetizado mostrou alta biocompatibilidade in vitro e in vivo. Além disso, o FA-FCP exibiu excelente capacidade de direcionamento tumoral, liberação de Cur desencadeada por acústica/pH e transição de fase responsiva acústica por LIFU para imagem de ultrassom. Dadas essas propriedades únicas do FA-FCP, ele pode ser aplicado como fator significativo de inibição tumoral sem toxicidade sistêmica. Espera-se que tal nanoplataforma teranóstica inovadora e biocompatível integre imagem de ultrassom com eficácia terapêutica aprimorada para fornecer um paradigma promissor para o tratamento do câncer.